Т Чорна - Вплив ріанодину на атф-азну активність мембран гепатоцитів щурів після перфузування печінки інсулінвмісним розчином - страница 1

Страницы:
1  2 

ISSN 0206-5657. Вісник Львівського університету. Серія біологічна. 2011. Випуск 55. С. 170-178 Visnyk of the Lviv University. Series Biology. 2011. Issue 55. P. 170-178

УДК: 612.014.42:612.31

ВПЛИВ РІАНОДИНУ НА АТФ-АЗНУ АКТИВНІСТЬ МЕМБРАН ГЕПАТОЦИТІВ ЩУРІВ ПІСЛЯ ПЕРФУЗУВАННЯ ПЕЧІНКИ ІНСУЛІНВМІСНИМ РОЗЧИНОМ

Т. Чорна, С. Бичкова

Львівський національний університет імені Івана Франка вул. Грушевського, 4, Львів 79005, Україна e-mail: s.bychkova@gmail.com

Досліджували вплив ріанодину на АТФ-азну активність мембран гепатоцитів щурів та його дію після перфузування печінки інсулінвмісним розчином. Встановле­но, що у контролі ріанодин збільшує загальну АТФ-азну активність на (58,34±4,40)% (Р<0,001, n=5) за рахунок збільшення питомих активностей Na+, К+-АТФ-ази на (67,35±12,78)% (Р<0,001, n=5) і базальної Mg^-АТФ-ази на (55,25±5,45)% (Р<0,001, n=5) та не впливає на питому Са2+-АТФ-азну активність мембран гепатоцитів щурів. Після перфузії печінки інсулінвмісним розчином також спостерігали зростання за­гальної АТФ-азної активності мембран гепатоцитів на (53,29±7,90)% (Р=0,05, n=7) за рахунок зростання питомих активностей Na+, К+-АТФази на (77,92±10,25)%, (Р=0,05, n=7) та загальної Са2+-АТФази на (54,74±12,52)%, (Р=0,05, n=6), при цьому не змі­нювалася питома активність базальної Mg2+-АТФ-ази. Вплив ріанодину на мембранні везикули гепатоцитів, отримані з перфузованої інсулінвмісним розчином печінки, не супроводжувався змінами АТФ-азної активності. Отже, перфузія печінки інсуліном повністю перешкоджає впливові ріанодину на АТФ-азну активність мембран, а ріано-дин, у свою чергу, запобігає вираженому збільшенню загальної АТФ-азної активності мембран гепатоцитів щурів, яке спостерігається за дії інсуліну. Ми припускаємо, що ефекти ріанодину й інсуліну реалізуються через одні й ті ж самі транспортувальні системи, які локалізовані на тих самих депо, і розглядаємо можливу роль ендосомного апарату гепатоцитів у реалізації впливу цих речовин.

Ключові слова: ріанодинчутливі Са2+-канали, АТФ-азна активність, гепатоцити, інсулін.

Гепатоцити є високо диференційованими і просторово поляризованими клітинами, які виконують широкий спектр функцій, включаючи проміжний метаболізм, синтез і секрецію білків, синтез, транспорт і секрецію жовчних кислот [8]. Зміна концентрації кальцію у цитозолі, ендоплазматичному ретикулумі, мітохондріях та інших внутрішньоклітинних органелах клітин здійснює необхідний вклад у регулювання цих функцій. Зокрема, кальцієвий сигнал відіграє важливу роль у контролюванні метаболізму гепатоцитів, включаючи мітохондріальний метаболізм і розпад глікогену [6, 19]. Такі гормони, як вазопресин, ангіотензин ІІ і агоністи а-адренорецепторів мобілізують внутрішньоклітинні Са2+-депо, стимулюючи утворення вторинного посередника - інозитол-1,4,5-трифосфату (ІФ3) [15]. Відомо, що інсулін підсилює ріст і регенерацію печінки, збільшує надходження глюкози до гепатоцитів, бере участь у регулюванні жовчоутворювальної функції цього органу [4, 10, 30]. Нами було попередньо показано [2], що після перфузування печінки інсулінвмісним розчином спостерігається підвищення внутрішньоклітинного рівня кальцію і змінюється на протилежний вплив ріанодину на вміст цього йона. З літератури відомо, що інсуліновий сигнал у гепатоцитах залежить від концентрації натрію і калію [32]. Численні функціональні докази підтверджують, що гомеостаз Ca2+ в клітинах також залежить від концентрації цих йонів [5, 28, 34]. Зокрема, кальцієве сигналювання модулюється через © Чорна Т., Бичкова С., 2011а2-а4 ізоформи №+-К+-АТФ-ази, оскільки інгібування їхньої експресії підвищує агоніст-стимульоване вивільнення кальцію з внутрішньоклітинних депо у гладеньких м'язах і ендотелії [5, 28] та збільшує концентрацію цитозольного кальцію у спокої та під час міогенного тонусу ізольованих брижових артеріол [34]. Однак залишається нез'ясованим, як впливає ріанодиніндуковане вивільнення Са2+ у гепатоцитах на активність №+-К+-АТФ -ази та інших АТФ-аз, а також як змінюється взаємозв' язок між цими транспортувальними системами за дії інсуліну. Тому метою роботи було дослідити дію ріанодину на АТФ-азну активність мембран гепатоцитів щурів і можливі зміни його впливу після перфузування печінки інсулінвмісним розчином.

Дослідження проводили на нелінійних щурах обох статей масою 0,18-0,2 кг. Після ефірного наркозу тварин декапітували. Відпрепаровану печінку поміщали у чашку Петрі із зовнішньоклітинним розчином, який містив (у ммоль/л): NaCl - 140,0; KCl - 4,7; CaCO3 - 1,3; MgCl2 - 1,0; HEPES - 10,0; глюкозу - 10,0; рН=7,4. На наступному етапі проводили перфузування У печінки зовнішньоклітинним розчином з інсуліном («Монодар») (0,04 МО), який шприцом нагнітали у тканину печінки впродовж 10 хв. Решту печінки (контроль) перфузували лише зовнішньоклітинним розчином. Його ж використовували для відмивання печінки від перфузії. Охолоджену тканину подрібнювали, пропускаючи через прес. До подрібненої тканини додавали буферний розчин такого складу (у ммоль/л): сахароза - 250,0; ЕДТА - 1,0; тріс/НСІ - 10,0; рН=7,4; t=4°C Його додавали у масовому співвідношенні 1:8 і розтирали в гомогенізаторі Поттера-Евельгейма при швидкості 300 об/хв. Фракцію мікросом гепатоцитів отримували методом диференційного центрифугування, суть якого полягає у проведенні серії послідовних центрифугувань суміші органел і мембранних фрагментів, одержаних при гомогенізуванні тканини. Отриманий пост' ядерний і постмітохондріальний супернатант, який містив переважно плазматичні та ретикулярні мікросоми, розділяли на аліквоти й використовували в експерименті або зберігали при температурі -20°С.

На початку експерименту аліквоти мембранних везикул розморожували та переносили у стандартне середовище інкубації без АТФ, яке містило (у ммоль/л): NaCl -50,0; KCl - 100,0; тріс-С1 - 20,0 (рН=7,4, t=37°Q; MgCl2 - 3,0; CaCl2 - 0,01. АТФ -гідролазну ферментативну реакціюініціювали додаванням 3 ммоль/л АТФ та інкубувалипроби протягом 15 хв при 37°С і помірному струшуванні у водяному ультратермостаті. Перед завершенням інкубування відбирали по 0,4 мл середовища інкубування для визначення вмісту білка за методом Лоурі [24]. Після завершення інкубації реакцію зупиняли додаванням 5 мл 10% трихлороцтової кислоти (ТХО), витримували проби 10 хв і центрифугували при 1600 g протягом 10 хв. Одержаний безбілковий супернатант використовували для визначення в ньому вмісту неорганічного фосфору за методом Фіске-Суббароу [14]. Суть методу полягає у тому, що неорганічний фосфор, який вивільнився в ході АТФ -гідролазної реакції, утворює з молібдатом амонію комплекси синього забарвлення, інтенсивність якого вимірювали фотоколориметрично при 650 нм. Активність АТФ-азних систем мембран досліджуваних клітин розраховували за різницею вмісту Р. у середовищах різного складу та виражали у мкмоль Р. у перерахунку на 1 мг білка на 1 год. Сумарну АТФ -азну активність мікросом визначали у стандарному Са2+ та Мg2+-вмісному середовищі інкубації. Для визначення питомої №+,К+-АТФ-азної активності від сумарної АТФ-азної активності віднімали АТФ-азну активність у присутності 1 ммоль/л оуабаїну, яка відображає сумарні Са2+ та Мg2+-АТФ-азні активності мембран гепатоцитів щурів. Для визначення питомої Са2+,Мg2+-АТФ-азної активності розраховували різницю між сумарною Са2+,Мg2+- та №+,К+-АТФ-азнимиактивностями. Питому Mg^-АТФазну активність визначали у середовищі інкубування, що містило 1 ммоль/л ЕГТА за відсутності СаСІ2 та у присутності 1 ммоль/л оуабаїну.

Для оцінки достовірності різниці між статистичними характеристиками двох експериментальних сукупностей даних визначали коефіцієнт Стьюдента, а вірогідними вважали зміни при рівні значущості Р<0,05. Для перевірки наявності зв'язку між змінними проводили кореляційний аналіз, використовуючи коефіцієнт кореляції Пірсона [3].

Раніше нами було показано, що застосування ріанодину викликає збільшення вмісту депонованого кальцію у пермеабілізованих гепатоцитах щурів [1], що підтверджує функ­ціонування у цих клітинах ріанодинчутливих каналів вивільнення кальцію (RyRs) і узго­джується з даними інших авторів [27]. Однак залишається нез'ясованим, у якому саме Са2+-вмісному депо реакумулюється кальцій, вивільнений за дії ріанодину. Ми припустили, що активування RyRs у гепатоцитах, створюючи локальні ділянки з підвищеною концентраці­єю кальцію поблизу мембран, може впливати на роботу систем активного транспортуван­ня йонів, у першу чергу Са2+-транспортувальних. Для того щоб виявити таку залежність між RyRs та системами активного транспорту йонів, ми вивчали вплив ріанодину на зміни АТФ-азної активності гепатоцитів щурів. Нами показано (рис.1), що ріанодин збільшує загальну АТФ-азну активність на (58,34±4,40)% (Р<0,001, n=5). Аналіз питомого внеску різних АТФаз у сумарну АТФ-азну активність показав, що вона зростає за рахунок збіль­шення питомих активностей Na+, К+-АТФ-ази на (67,35±12,78)% (Р<0,001, n=5) і базальної Mg2+-АТФ -ази на (55,25±5,45)% (Р<0,001, n=5). Однак не спостерігається змін питомої ак­тивності Са2+-АТФ-ази мембран гепатоцитів щурів за дії на них ріанодину. На основі цього можна припускати, що раніше виявлене нами збільшення вмісту депонованого кальцію

45 40 35 30 25 20 15 10

5 0

в

 

1-1

 

 

 

***

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

***

f==l

 

 

 

 

 

і

 

 

1

 

1

 

 

12 3 4

□ контроль    □ ріанодин

Рис. 1. Вплив ріанодину на зміни АТФ-азної активності мембран гепатоцитів щурів: 1 - загальна АТФ-азна активність; 2 - питома Ыа+,К+-АТФ-азна активність; 3 - питома загальна Са2+, Mg2+-АТФ-азна активність; 4 - питома базальна Mg^-АТФ-азна активність; *** - Р<0,001 щодо контролю.

 [1] під впливом ріанодину не залучає, очевидно, реакумулювання цього йона в ендоплаз­матичному ретикулумі за участю Са2+-помпи. Це, певним чином, може свідчити, що RyRs і Са2+-АТФ-ази у гепатоцитах не є спільно локалізованими на мембранах одних і тих са­мих депо. Такий взаємозв'язок постулюється, зокрема, для адипоцитів і клітин скелетних м'язів [18], а для останніх відомою є локалізація RyRs і Са2+-АТФ-ази у мембранах сарко-плазматичного ретикулуму. Нами також було попередньо показано, що вплив ріанодину на вміст депонованого кальцію не залежить від наявності у середовищі інкубування рутенію червоного [1] - блокатора Са2+-уніпортера мітохондрій - а тому можна припускати, що вивільнений за дії ріанодину кальцій [1] не акумулюється сусідніми мітохондріями. Отже, залишається незрозумілою природа Са2+-вмісного депо, у якому відбувається накопичення кальцію після застосування ріанодину. Можна припускати, що це так зване ацидофільне депо клітин. Ним є ендосомний апарат гепатоцитів, кислий вміст якого забезпечує робота Н+-АТФ-ази. Зокрема, дані Ю.Герасименко та співавт. [16, 17] виявили функціонування RyRs у ацидофільному депо ацинарних клітин підшлункової залози, однак відомості про будь-який взаємозв' язок між RyRs та ендосомами гепатоцитів відсутні.

Звертає на себе увагу виявлене нами збільшення питомої активності базальної Mg2+-АТФази за дії ріанодину. Функціонування цієї транспортувальної системи було встановле­но у гепатоцитах ще у 1993 р. [35], однак і досі залишається не з'ясованою її фізіологічна роль. Для клітин меланоми та мембран клітин гладеньких м' язів трахеї виявлено асоціацію Mg^-АТФ-ази з протонною помпою [9]. Тому можна припускати, що її функціонування також певним чином пов' язане з ацидофільним депо гепатоцитів.

Виявлений нами вплив ріанодин-індукованого вивільнення кальцію на зміни кон­центрації натрію і калію у гепатоцитах узгоджується з даними літератури для інших тка­нин [31, 33]. Так, у кардіоміоцитах Na+, К+-АТФ-аза регулюється концентрацією кальцію у цитозолі, як вважають, не прямо, а опосередковано через участь №+/Са2+-обмінника, крім того, зміни концентрації цього йона впливають на Na+ЛН-обмінник [31]. Відомо, що RyRs відповідають за вивільнення кальцію зі саркоплазматичного ретикулуму кардіоміоцитів [33]. Отже, у кардіоміоцитах існує взаємодія між вивільненим із RyRs кальцієм і активу­ванням систем активного транспорту натрію. Ми ж уперше показали взаємозв' язок між активуванням RyRs та активністю Na+, К+-АТФ-ази у гепатоцитах щурів.

Треба сказати, що в останні роки суттєво розширились уявлення про роль Na+, K+-АТФ-ази у фізіології клітини [20]. Показано, що цей ензим, окрім створення електрохіміч­ного градієнта мембран, має також важливе значення у регулюванні клітинного об' єму, цитоплазматичного pH і рівня Са2+ через Na+/H+- і №+/Са2+-обмінники, відповідно [26, 20]. Зокрема, Т. Фельдман і співавт. [13] вважають, що саме Na+, К+-АТФ-аза є ключовим грав­цем у регулюванні ендосомального рН та переміщенні ендосом у клітині [13]. Відомо, що у гепатоцитах ендосомний апарат містить потужну «машину» перетворення сигналу [29]. Це пов' язано з тим, що ендосоми утворюються шляхом інтерналізації плазматичної мембрани і мембранозв' язаних білків, які потім можуть повертатися назад до плазматичної мембра­ни, транспортуватися до інших мембран або перетворюватись у лізосоми чи протесоми для деградації. Добре вивченим є внутрішньоклітинне сигналювання від рецепторів інсуліну в ендосомальній фракції гепатоцитів [11, 21].

Відомо, що деградація інсуліну відбувається саме в ендосомах гепатоцитів і пов'язана з АТФ-залежним закисленням останніх [12]. Зокрема показано, що пригнічення закислення ендосом веде до зменшення інсулінового сигналу в гепатоцитах [12]. Таким чи­ном, і вплив ріанодину, і дія інсуліну в гепатоцитах певним чином залучають ацидофільне депо цих клітин.

Тому ми ставили за мету дослідити, як впливає перфузування печінки інсуліном на взаємозв'язок між активуванням RyRs та зміною АТФ-азної активністі мембран гепато­цитів. Як контроль спочатку ми вивчали вплив інсуліну на АТФ -азну активність без зміни ріанодиніндукованого вивільнення кальцію.

Показано (рис. 2), що після перфузування печінки інсуліном зростає АТФ-азна ак­тивність мембран гепатоцитів на (53,29±7,90)%, (Р<0,05, n=7) за рахунок зростання пи­томих активностей Na+, К+-АТФ-ази на (77,92±10,25)%, (Р<0,05, n=7) та загальної Са2+-АТФ-азної активності на (54,74±12,52)%, (Р<0,05, n=6). Виявлений нами вплив інсуліну на функціонування Na+, К+-АТФ -ази, що проявляється у підвищенні її активності, неодно­разово підтверджений і для інших тканин, наприклад, скелетних м'язів [25, 32]. Показано, зокрема, що за дії інсуліну збільшується кількість а-субодиниць Na+, К+-АТФ-ази у мемб­ранах скелетних м' язів [25]. Також виявлено, що інсулін викликає набухання гепатоцитів, яке є необхідним для синтезу глікогену і білків, індукуючи акумулювання K+ і Na+ всере­дині клітин [32]. Такий ефект є результатом спільного активування №+/Н+-обмінника, Na+/ К+/2С1--симпорту і №+,К+-АГФ-ази [32]. Отже, вплив інсуліну, як і ріанодину, пов'язаний із підсиленням транспортування K+ і Na+ у гепатоцитах.

Цікавим є виявлене нами збільшення загальної активності Са2+-АТФ-ази за дії на печінку інсулінвмісного розчину. Дані літератури про дію інсуліну на Са2+-помпи гепатоцитів не є численними, а окремі повідомлення констатують відсутність впливу цього гормону на активність Са2+-АТФ-ази ізольованих гепатоцитів [22], тоді як не вивчалось, який ефект чинить перфузування печінки інсуліном. Окрім того, відомо, що Са2+-мобілізувальні гормони (такі, як вазопресин і глюкагон) пригнічують роботу помпи [23]. Логічно припустити, що інсулін, на противагу їм, стимулює цю Са2+-транспортувальну

о

со сі

ю

45 40 35 30 25 20 15 10 ***

***

1234

□ контроль □ інсулін

Рис. 2. Вплив перфузії печінки інсулінвмісним розчином на зміни АТФ-азної активності мембран гепатоцитів щурів: 1 - загальна АТФ-азна активність; 2 - питома №+,К+-АТФ-азна активність; 3 - питома загальна Са2+, М^2+-АТФ-азна активність; 4 - питома базальна М^2+-АТФ-азна активність; *** - Р<0,001 щодо контролю.

■о

о и

5

истему до закачуваня кальцію у депо. Власне, підвищенням активності Са2+-АТФ-аз за дії інсуліну можна пояснити виявлене нами раніше [2] збільшення вмісту депонованого кальцію у пермеабілізованих гепатоцитах, яке спостерігалося після перфузії печінки інсулінвмісним розчином. Отже, вплив інсуліну на кальцієвий гомеостаз гепатоцитів полягає в акумулюванні цього йона всередині ендоплазматичного ретикулуму шляхом стимулювання Са2+-АТФ-аз до закачування кальцію у це внутрішньоклітинне депо. Цим дія інсуліну на клітини печінки відрізняється від ріанодину, який, як ми описали вище, не впливав на активність цієї Са2+-транспортувальної системи.

На наступному етапі ми вивчали, як ріанодин впливає на АТФ-азну активність мембран гепатоцитів після перфузування печінки інсулінвмісним розчином. Виявилося, що вплив ріанодину на везикули, що отримані з перфузованої інсулінвмісним розчином печінки, не викликав жодних статистично достовірних змін загальної АТФ-азної активнос­ті мембран, при цьому не змінювалися статистично достовірно питомі активності ані Na+, К+-АТФ -ази, ані загальної Са2+-АТФ-ази, ані базальної Mg^-АТФ-ази. Слід відзначити, що ріанодин запобігає збільшенню питомої активності Са2+-АТФ-аз, яке спостерігалося після перфузії печінки інсуліном. У свою чергу, інсулін перешкоджає впливові ріанодину на пи­тому активність базальної Mg^-АТФ -ази. Слід звернути увагу, що активність Na+, К+-АТФ -ази зазнає дії як ріанодину, так і інсуліну, тому вони запобігають впливові один одного.

Отже, перфузія печінки інсуліном повністю перешкоджає впливові ріанодину на АТФ-азну активність мембран, а ріанодин, у свою чергу, запобігає вираженому збільшен­ню загальної АТФ-азної активності мембран гепатоцитів щурів, яке спостерігається за дії інсуліну. На нашу думку, такий вплив можна пояснити тим, що ефекти ріанодину й інсулі­ну реалізуються через одні й ті ж транспортувальні системи. Наші міркування підтверджує кореляційний аналіз зв' язку між впливом ріанодину й інсуліну на загальну АТФ-азну ак­тивність мембран гепатоцитів щурів (r>0,7). Високе значення коефіцієнта кореляції вказує на подібний ефект дії цих речовин.

Таким чином, підтвердилося наше припущення про те, що активування RyRs впли­ває на системи активного транспорту йонів у гепатоцитах. Це стосується, зокрема, Na+, К+-АТФ-ази, а також базальної Mg^-АТФ-ази. Спільним для дії ріанодину й інсуліну виявився їхній вплив на транспорт натрію і калію. Тобто Na+, К+-АТФ-аза є насамперед «точкою прикладання» цих речовин. Щодо транспортування кальцію, то з'ясувалося, що хоча і ріа-нодин та інсулін викликають збільшення його вмісту у пермеабілізованих гепатоцитах щу­рів [1; 2], однак при цьому залучають, як виявилося, різні Са2+-депонувальні органоїди. За умов впливу перфузії печінки інсуліном спостерігається збільшення активності Са2+-АТФ-аз, що свідчить насамперед про акумулювання кальцію в ендоплазматичному ретикулумі за дії інсуліну. У разі дії ріанодину на мембрани гепатоцитів щурів не спостерігається змін питомої активності Са2+-помп, отже, дія ріанодину не супроводжується активним закачу­ванням кальцію в ендоплазматичний ретикулум. Ми припускаємо, що активування RyRs може бути пов' язане зі збільшенням вмісту кальцію в ацидофільному депо гепатоцитів. Це певною мірою підтверджує підвищення базальної активності Mg^-АТФ-ази і Na+, К+-АТФ -ази мембран гепатоцитів за дії ріанодину. Отже, перфузія печінки інсуліном спричиняє змі­ни активності транспортувальних систем мембран саме ендосомного апарату гепатоцитів, які насамперед стосуються транспорту калію і натрію.

1. Бичкова С. В. Вікові особливості взаємодії між внутрішньоклітинними Сa2+-транспортувальними системами пермеабілізованих гепатоцитів щурів // Вісн. Львів. ун-ту. Сер. біол. 2008. Вип. 48. С. 146-152.

2. Бичкова С. В. Вплив інсуліну на функціонування внутрішньоклітинних Сa2+-транспортувальних систем пермеабілізованих гепатоцитів щурів // Вісн. Львів. ун-ту. Сер. біол. 2009. Вип. 49. С. 174-181.

3. Лапач С. Н., Губенко А. В., Бабич П. Н. Статистические методы в медико-биологических исследованиях с использованием Excel. К.: Морион, 2000. 320 с.

4. Лук'яненкоІ. В. Вплив інсуліну і глюкагону на секреторну функцію печінки: Автореф. дис. ... канд. біол. наук. К., 2001. 17 с.

5. ArnonA., Hamlyn J. M., BlausteinM. P. Ouabain augments Ca2+ transients in arterial smooth muscle without raising cytosolic Na+ // Am. J. Physiol. Heart. Circ Physiol. 2000. Vol. 279. P. H679-H691.

6. Assimacopoulos-Jeannet F. D., Blackmore P. F., Exton J. H. Studies on alpha-adrenergic activation of hepatic glucose output. Studies on role of calcium in alpha-adrenergic activation of phosphorylase // J. Biol. Chem. 1977. Vol. 252. P. 2662-2669.

7. BalbisA., Baquiran G., Dumas V., Posner B. I. Effect of Inhibiting Vacuolar Acidification on Insulin Signaling in Hepatocytes // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 279. Iss. 13. P. 12777-12785.

8. Barritt G. J., Chen J., Rychkov G. Y. Ca2+-permeable channels in the hepatocyte plasma membrane and their roles in hepatocyte physiology // Biochimica et Biophysica Acta. 2008. P. 651-672.

9. Bhatnagar V., Ramalah A. Characterization of Mg2+-ATPase activity in isolated B16 murine

melanoma melanosomes // Mol. Cell Biochem. 1998. Vol. 189. P. 99-106.

10. BenzeroualK., van de Werve G., Meloche S. et al. Insulin induces Ca2+ influx into isolated rat hepatocyte couplets // Am. J. Physiol. 1997. Vol. 6. Pt 1/. P. G1425-32.

11. Bevan A. P., Burgess J. W., Drake P. G. et al. Selective activation of the rat hepatic endosomal insulin receptor kinase. Role for the endosome in insulin signaling // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270. P. 10784-10791.

12. Desbuquois B., Janicot M., Dupuis A. Degradation of insulin in isolated liver endosomes is functionally linked to ATP-dependent endosomal acidification // FEBS. 2004. Vol. 193. Iss. 2. P. 501-512.

13. Feldmann T., Glukmann V., Medvenev E. et al. Role of endosomal Na+-K+-ATPase and car­diac steroids in the regulation of endocytosis // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2007. Vol. 293.

N 3. P. C885-896.

14. Fiske C. H., SubbaRow Y. The colometric determination of phosphorus // J. Biol. Chem. 1925. N 66. P. 375-400.

15. Gaspers L. D., Thomas A. P. Calcium signaling in liver // Cell Calcium. 2005. Vol. 38.

P. 329-342.

16. Gerasimenko J. V., Flowerdew S. E., Voronina S. G. et al. Bile acids induce Ca2+ release from both the endoplasmic reticulum and acidic intracellular calcium stores through activation of inositol trisphosphate receptors and ryanodine receptors // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281. N 52. P. 40154-40163.

17. Gerasimenko J. V., SherwoodM., Tepikin A. V. et al. NAADP, cADPR and IP3 all release Ca2+ from the endoplasmic reticulum and an acidic store in the secretory ranule area // J. Cell Sci. 2006. Vol. 119. P. 226-238.

18. Gilchrist J. S., Palahniuk C., Abrenica B. et al. RyR1/SERCA1 cross-talk regulation of calcium transport in heavy sarcoplasmic reticulum vesicles // Can. J. Physiol. Pharmacol. 2003. Vol. 83. P. 220-233. *

Страницы:
1  2 


Похожие статьи

Т Чорна - Вплив ріанодину на атф-азну активність мембран гепатоцитів щурів після перфузування печінки інсулінвмісним розчином